Type de stage
Masters M1 et/ou M2
Dates / durée
Date limite de candidature 15 janvier 2027
Période de stage flexible : entre janvier et juillet 2027
Contexte
L’alginate est l’exopolysaccharide qui confère aux biofilms de Pseudomonas aeruginosa une grande part de leur tolérance aux antibiotiques. Dans un modèle artificiel de gel de calcium-alginate colonisé par Escherichia coli, les travaux de thèse de Luc Hennion au LIB ont établi que ce polyanion séquestre les antibiotiques chargés positivement et laisse passer les autres [1]. La lévofloxacine dont une part des micro-espèces est cationique à pH 6, est partiellement retenue. Des ultrasons pulsés non focalisés de faible puissance (1 MHz ; 0,28 MPa ; rapport cyclique 10 % ; 30 min ; sans cavitation) libèrent la fraction piégée. La survie bactérienne est divisée par 7 et 21 selon la concentration, et par 63 lorsque l’antibiotique est encapsulé dans des nano-gouttelettes sono-sensibles. Les ultrasons seuls et les nano-gouttelettes vides sont sans effet.
Les bactériophages lytiques offrent une voie complémentaire aux antibiotiques comme stratégie thérapeutique par phagothérapie. Mais, ils butent sur la même matrice pour une raison tout à fait différente. Leur capside est anionique comme l’alginate et la charge ne peut donc pas les retenir, elle les repousse. Par contre, un phage mesure quelques dizaines à quelques centaines de nanomètres, alors que la maille du gel est nanométrique. L’obstacle n’est plus chimique mais géométrique (Figure 1).
Figure 1. Deux barrières de nature différente. A. La lévofloxacine circule dans les mailles et seule sa fraction cationique est retenue ; les ultrasons la libèrent. B. Les trois phages portent la même charge négative que l’alginate : seuls leur taille et leur encombrement les distinguent. Objets à l’échelle ; épaisseur du gel non à l’échelle [1–3].
Objectif
Si la barrière est géométrique, alors la taille et la forme du phage doivent décider de son passage, et les ultrasons qui mettent le liquide en mouvement et déforment brièvement le réseau de mailles devraient déplacer cette limite. Pour la tester, nous disposons de trois phages d’E. coli de charge comparable mais de dimensions très différentes, qui forment une véritable gamme graduée. Le phage SECΦ17, avec une petite capside icosaédrique nue d’environ 25 à 30 nm sans queue [2]. Le phage T7 dont la tête de 60 nm et la queue très courte donnent un encombrement de 80 à 85 nm. Le phage λvir dont la tête de 60 nm prolongée d’une queue flexible de 150 nm atteint environ 210 nm avec une forme nettement allongée [3]. Sans ultrasons, le passage devrait suivre la taille : SECΦ17 davantage que T7, et T7 davantage que λvir. Notre hypothèse est que cette limite devrait se déplacer et laisser passer des objets plus gros sous ultrasons non destructifs et non invasifs.
Mission(s)
Le stage du master M2 tentera de répondre à trois questions dans cet ordre :
- Les phages supportent-ils les ultrasons non destructifs appliqués ? Chaque phage est exposé en suspension, sans gel ni bactéries dans les conditions du modèle. Son titre infectieux est comparé à un témoin maintenu à la même température non exposé aux ultrasons. Si un phage perd son infectivité, tout le reste serait ininterprétable pour lui.
- Lequel traverse le gel ? Le gel d’alginate sépare un dépôt de phages d’un compartiment d’eau stérile, sans aucune bactérie (Figure 2A). On compte par titration des plages de lyse, les particules infectieuses recueillies de l’autre côté, avec et sans ultrasons. C’est la mesure qui permettrait de classer les trois phages et vérifier si les ultrasons déplacent la limite.
- Est-ce que cela tue mieux ? Le montage déjà validé dans la thèse est repris (Figure 2B). Pour chaque phage : phage seul, lévofloxacine seule, puis les deux ensembles, chaque fois avec et sans ultrasons. La lecture se fait par dénombrement des bactéries survivantes dans la zone exposée.
Figure 2. Les deux montages. A. Sans bactéries : seules les particules ayant franchi le gel sont comptées, ce qui mesure le transport et rien d’autre. B. Avec bactéries, selon le montage validé dans la thèse : les agents sont déposés sous le gel et la survie est mesurée au-dessus [1].
Les témoins restent simples : ultrasons seuls, nano-gouttelettes vides, et températures identiques entre toutes les conditions. La sensibilité de la souche d’E. coli BW25113 ou MG1655 à chacun des trois phages est vérifiée au préalable. Quel que soit le sens du résultat, la réponse est utile. Si les trois phages passent, l’approche acoustique s’étend à des objets bien plus gros que les antibiotiques. Si seul le plus petit passe, nous aurons mesuré une limite de taille exploitable qui orienterait vers des phages de petit format ou vers l’encapsulation [4, 5]. Le projet prépare ensuite le passage à un biofilm naturel produit par Pseudomonas fluorescens ou Azotobacter vinelandii, étape déjà programmée dans l’équipe [1].
Références bibliographiques
[1] Hennion L. (2025). Utilisation des ultrasons non invasifs pour surmonter la résistance bactérienne aux antibiotiques : application aux mécanismes d’efflux, d’influx et des biofilms. Thèse, Sorbonne Université, chap. 3.3 et § 4.4.[2] Doron S., Melamed S., Ofir G., Leavitt A., Lopatina A., Keren M., Amitai G., & Sorek R. (2018). Systematic discovery of antiphage defense systems in the microbial pangenome. Science, 359(6379), eaar4120. https://doi.org/10.1126/science.aar4120
[3] Ali H. R., Valdivia C., Negus D. (2025). Bacteriophage-embedded and coated alginate layers inhibit biofilm formation by clinical strains of Klebsiella pneumoniae. J. Appl. Microbiol., lxaf099. doi:10.1093/jambio/lxaf099.
[4] George A. H. et al. (2026). Preparation and characterization of niosomes for bacteriophage delivery. Small Science 6(1), e202500530. doi:10.1002/smsc.202500530.
[5] Choi V., Carugo D., Stride E. (2025). Repurposing antimicrobials with ultrasound-triggered nanoscale systems for targeted biofilm drug delivery. npj Antimicrob. Resist. 3, 22. doi:10.1038/s44259-025-00086-3.
Compétences
- Formation de niveau Master M1 ou M2 en biologie, biophysique ou domaine équivalent.
- Expérience pratique : mise en place de protocoles, mesures et acquisition des données.
- Bonne connaissance de l’anglais scientifique (lecture et rédaction).
- Connaissances en acoustique (appréciées mais non obligatoire).
Rémunération
Gratifications de stage
Contact
- Houssain Benabdelhak maître de conférences en Biochimie-Microbiologie à Sorbonne Université houssain.benabdelhak[at]sorbonne-universite.fr
- Nicolas Taulier, DR2-CNRS Biophysicien nicolas.taulier[at]sorbonne-universite.fr
- Déhélia Chettouf, doctorante en 3ème année de thèse en biophysique au LIB dehelia.chettouf[at]sorbonne-universite.fr
